Una bacterina de lisado de fagos para uso en vacunación de un animal necesitado de inmunización,

quecomprende una cantidad de bacterina de lisado de fagos suficiente para inducir una respuesta inmunitaria en dichoanimal,

en donde dicha bacterina comprende partículas de bacteriófagos y fragmentos bacterianos y es producida por lisisde una bacteria patógena por bacteriófagos que consisten en uno o más bacteriófagos líticos, y

en donde dicha bacterina causa que el animal cree anticuerpos o cualquier otra respuesta adaptativa contra unaenfermedad causada por dicha bacteria patógena en dicho animal, y

en donde la bacterina de lisado de fagos está sustancialmente exenta de bacterias vivas, enteras, y en donde dichoanimal necesitado de inmunización es un ave.

Método para la vacunación de aves de corral mediante un lisado bacteriófago.

ANTECEDENTES DE LA INVENCIÓN

1. Campo de la invención La presente invención está dirigida al campo de la vacunación para el tratamiento o prevención de enfermedades bacterianas. En particular, está dirigida a una bacterina de lisado de fagos para uso en vacunación de aves.

2. Descripción de la técnica relacionada

Salmonella en pollos

El Departamento de Agricultura de los Estados Unidos (USDA) estima que entre el 50% al 75% de los casos de salmonella humana el microorganismo se adquiere de la carne, las aves de corral o los huevos, sirviendo las aves de corral como principal vehículo de transmisión. La Salmonella es parte de la flora intestinal colonizadora normal en muchos animales, incluyendo los pollos. Estudios realizados a principios de los años 1990 por el USDA indicaron que entre el 20% al 25% de los cuerpos de pollo y el 18% de los cuerpos de pavo estaban contaminadas con Salmonella antes de la venta. Véase Food Safety and Inspection Service (1995) ; 9 CFR Part 308; Pathogen Reduction; Hazard Analysis and Critical Control Point (HACCP) Systems; Proposed Rule; 60 Fed. Reg. 6774-6889.

Según el sistema de vigilancia CDC FoodNet/Salmonella, las cinco especias aisladas de Salmonella humana más comunes en los Estados Unidos durante 1990 a 1995 fueron S. typhimurium, S. enteritidis, S. heidelberg, S. newport y S. hadar. Además, según los datos de USDA/FSIS, los cinco serotipos de Salmonella más comunes aislados de pollos para consumo durante el mismo periodo fueron S. heidelberg, S. kentuckii, S. hadar, S. typhimurium y S. thomson.

Hay fuertes incentivos de salud pública, regulatorios y comerciales para que los productores reduzcan los niveles de contaminación por Salmonella en las aves de corral. Además de la enfermedad humana, la contaminación microbiana de animales que son muy susceptibles a patógenos microbianos conduce a menudo a enfermedades y a un aumento de la morbosidad animal. En operaciones comerciales de cría de animales en las que los animales pueden agolparse en instalaciones donde se han criado previamente otros animales, la probabilidad de tal contaminación es a menudo grande. Esto es particularmente cierto en el caso de la salmonella en la industria avícola. Véase Suzuki, S., “Pathogenicity of Salmonella enteriditis in poultr y ”. International Journal of Food Microbiology 21:89-105 (1994) . La infección con especies de Salmonella puede causar enfermedades significativas en las manadas de aves de corral. Suzuki señala que tipos no tifoides de Salmonella, que incluyen S. enteritidis y S. typhimurium, causan infecciones tanto manifiestas como asintomáticas en las aves de corral. Se pueden producir brotes agudos en aves jóvenes y bajo condiciones de estrés, con tasas de mortalidad que se aproximan al 20% en algunos casos y retrasos en el crecimiento de los polluelos de las manadas afectadas. La S. enteritidis puede causar pericarditis, focos hepáticos necróticos, endurecimiento del saco vitelino remanente, diversas anormalidades ováricas, peritonitis y posible afectación renal. Consistente con esto, se pueden recuperar organismos desde el corazón, hígado, bazo, intestino ciego, saco vitelino, ovario, oviducto, peritoneo, huevo y heces de aves infectadas. Como otro ejemplo, Muir et al. (“Comparison of Salmonella typhirium challenge models in chickens”, Avian diseases, 42:257-264, 1998) compararon dos modelos diferentes de Salmonelosis aviar utilizando un desafío oral o propagación desde camadas infectadas. En ambos casos, la S. typhirium fue recuperada fácilmente tanto del bazo como del hígado.

La protección contra la colonización por Salmonella requiere la inducción de una respuesta inmunitaria adaptativa que implica el sistema inmunitario mucosal. Las primeras tres semanas de vida son un periodo crítico bien conocido durante el cual los polluelos recién salidos del cascarón están en riesgo de colonización por Salmonella (Smith, “The development of the flora of the alimentar y tract in young animals”, Journal of Pathology and Bacteriology, 89:95-122, 1965; Barnes, et al., “The intestinal flora of the chicken in the period 2 a 6 weeks of age with particular reference to the anaerobic bacteria”, British Journal of Poultr y Science, 13:311-326, 1972) . Se cree que la respuesta inmunitaria mucosal adaptativa, específica, mediada por tejido linfoide asociado al intestino es un determinante crítico de si se produce o no la colonización (Fukotome, et al., “Intestinal mucosal immune response in chickens following intraocular immunization with liposome-associated Salmonella enterica serovar enteritidis antigen”, Developmental & Comparative immunology, 25:475-484, 2001; Muir, et al., “Immunity, vaccination and the avian intestinal tract”, Developmental & Comparative immunology, 24:325-342, 2000) .

La vacunación por vía del tracto intestinal aviar produce una respuesta inmunitaria mucosal adaptativa. Varios estudios recientes demuestran que la inmunización oral de los pollos produce una respuesta inmunitaria adaptativa al patógeno al que está dirigido la vacuna. Allen et al., por ejemplo, utilizando una cepa de S. typhimurium atenuada, demostraron que la inmunización oral dio como resultado una respuesta de IgA por parte de las células B en la lámina propia intestinal y en el bazo (Allen, et al., “Kinetics of the mucosa antibody secreting cell response and evidence of specific lymphocyte migration to the lung after oral immunization with attenuated S. enterica var. Typhimurium”, FEMS Immunology and Medical Microbiology, 27:275-281, 2000) . Fukotome, et al., demostraron que

la inmunización intraocular con una preparación de antígeno de Salmonella liposomal produjo una respuesta inmunitaria secretora en el intestino que fue capaz de inhibir la adherencia de S. enteritidis a células HeLa en un modelo de la adhesión que se produce en la colonización intestinal. La inmunización con Salmonella puede proteger contra la colonización, como se muestra en los estudios de Van Immerseel, et al. (“The effect of vaccination with a Salmonella enteritidis aroA mutant on early cellular responses in caecal lamina propria of newly-hatched chickens”, Vaccine, 20:3034-3041, 2002) . Ellos mostraron que la administración de una vacuna mutante viva dio como resultado protección contra la colonización del hígado y el bazo. En la revisión de estrategias para la inducción de inmunidad mucosal, Muir et al. describieron estudios que utilizaron Salmonella typhirium viva atenuada como vacuna para proteger a los pollos contra especies patógenas de Salmonella (véase Curtiss, et al., “Nonrecombinant and recombinant avirulent Salmonella vaccines for poultr y ”, Veterinar y Immunology and immunopathology, 54:365-372, 1996; Hassan, et al., “Development and evaluation of an experimental vaccination program using a live avirulent Salmonella typhirium strain to protect immunized chickens against challenge with homologous and heterologous Salmonella serotypes”, Infection and Immunity, 62:5519-5527, 1994) .

La inmunización in ovo ha resultado ser muy exitosa para agentes tales como el virus de la Enfermedad de Newcastle (véase Muir, et al.) , pero ha visto poco uso para agentes bacterianos. Quizás esto es atribuible a la variable respuesta inmunitaria que se sabe que se produce después de la inmunización oral, lo que puede, de hecho, dar como resultado a veces una respuesta supresiva en lugar de una beneficiosa. Un caso donde la vacunación in ovo ha resultado ser eficaz es en el estudio de Noor y colaboradores (“In ovo oral vaccination with Campylobacter jejuni establishes early development of intestinal immunity in chickens”, British Journal of Poultr y Science, 36:563-573, 1995) , que inyectaron Campylobacter matado por calor en el fluido amniótico en el día 16 de incubación, seguido de un refuerzo oral en algunos animales en el día 7 después de la salida del cascarón. Este procedimiento dio como resultado una sorprendente respuesta de IgA intestinal específica.

Hasta la fecha, los métodos de vacunación para la reducción de la colonización de Salmonella han conseguido sólo un éxito parcial. Los métodos para la vacunación de Salmonella han empleado cepas atenuadas (Alderton, et al., “Humoral responses and Salmonellosis protection in chickens given a vitamin-dependent Salmonella typhirium mutant”, Avian Diseases, 35:435-442,... [Seguir leyendo]

1. Una bacterina de lisado de fagos para uso en vacunación de un animal necesitado de inmunización, que comprende una cantidad de bacterina de lisado de fagos suficiente para inducir una respuesta inmunitaria en dicho animal, en donde dicha bacterina comprende partículas de bacteriófagos y fragmentos bacterianos y es producida por lisis de una bacteria patógena por bacteriófagos que consisten en uno o más bacteriófagos líticos, y en donde dicha bacterina causa que el animal cree anticuerpos o cualquier otra respuesta adaptativa contra una enfermedad causada por dicha bacteria patógena en dicho animal, y en donde la bacterina de lisado de fagos está sustancialmente exenta de bacterias vivas, enteras, y en donde dicho animal necesitado de inmunización es un ave.

2. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 1, en donde dicha bacteria patógena es Campylobacter, E. coli 0157:H7, Acinetobacter baumanii, Actinobacillus pleuropneumoniae, Aeromonas hydrophila, Brucella abortus, Campylobacter jejuni, Clostridium perfringens, Cor y nebacterium bovis, Klebsiella pneumoniae, Lactococcus garvieae, Listeria monocytogenes, Listeria ivanovii, Pasteurella multocida, Pasteurella haemolytica, Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas plecoglossicida, especies de Shigella, Staphylococcus aureus, Streptococcus equi, Vibrio anguillarum, o Vibrio vulsificus.

3. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 1, en donde la bacterina se administra por vía oral.

4. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 1, en donde la bacterina de lisado de fagos se administra en una pluralidad de dosis secuenciales.

5. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 4, en donde la pluralidad de dosis secuenciales se administra a lo largo de un periodo de una a diez semanas.

6. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 1, en donde la bacterina de lisado de fagos se administra in ovo.

7. Uso de una bacterina de lisado de fagos en la fabricación de una vacuna para un animal necesitado de inmunización, que comprende una cantidad de bacterina de lisado de fagos suficiente para inducir una respuesta inmunitaria en dicho animal, en donde la bacterina causa que el animal cree anticuerpos o cualquier otra respuesta inmunitaria adaptativa contra una enfermedad causada por dicha bacteria patógena en dicho animal, en donde la bacterina comprende partículas de bacteriófagos y fragmentos bacterianos y es producida por lisis de una bacteria patógena por bacteriófagos que consisten en uno o más bacteriófagos líticos, y en donde la bacterina está sustancialmente exenta de bacterias vivas, enteras, y en donde dicho animal necesitado de inmunización es un ave.

8. La bacterina de lisado de fagos de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6, en donde dicha bacterina se deriva de una o más cepas patógenas de E. coli.

9. La bacterina de fagos de la reivindicación 8, en donde las cepas de E. coli comprenden los serotipos K88 y F18.

10. La bacterina de fagos de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6, en donde dicha bacterina se deriva de una

o más especies patógenas de Yersinia.

11. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 10, en donde las especies de Yersinia comprenden Yersinia pseudotuberculosis y Yersina enterocolitica.

12. La bacterina de lisado de fagos de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6, en donde dicha bacterina se produce inoculando una suspensión de bacterias vivas con un bacteriófago lítico para las bacterias e incubando la suspensión inoculada hasta que sustancialmente todas las bacterias en la suspensión son lisadas.

13. La bacterina de fagos de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6, en donde dicha bacterina se produce inoculando una suspensión de bacterias vivas con un bacteriófago lítico para las bacterias e incubando la suspensión inoculada hasta que una parte sustancial de las bacterias en la suspensión son lisadas, retirando después sustancialmente todas las bacterias enteras de la suspensión para producir la bacterina.

14. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 1, en donde dicha ave es un pollo, pato, ganso o pavo.

15. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 1, en donde dicha bacterina se proporciona al ave en su agua de bebida, su comida o ambos.

16. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 1, en donde dicho ave es pulverizado con bacterina.

17. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 16, en donde dicho ave es pulverizado con bacterina inmediatamente después de la eclosión y antes de la transferencia a los gallineros.

5 18. La bacterina de lisado de fagos de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6, en donde dicha bacterina se deriva de una o más especies de Salmonella.

19. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 18, en donde dicha especie de Salmonella es S. enteriditis,

S. heidelberg, S. kentuckii, S. hadar, S. newport, S. agona o S. typhimurium. 10

20. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 1, en donde dicha bacterina se administra por inyección.

21. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 20, en donde dicha bacterina se administra in ovo por

inyección. 15

22. La bacterina de lisado de fagos de la reivindicación 21, en donde dicha bacterina se inyecta entre los días 17 y 19 de incubación.